Ecología

  

DOI: 10.17129/botsci.2476

Interacción de hongos micorrízicos arbusculares y una cepa fosfato solubilizadora en Canavalia ensiformis (Fabaceae)

Interaction with arbuscular mycorrhizal and phosphate solubilizer fungi in Canavalia ensiformis (Fabaceae)


Resumen

Antecedentes:

Canavalia ensiformis es una leguminosa forrajera de origen tropical ampliamente utilizada como abono verde. El uso de hongos micorrízicos y solubilizadores de fósforo es una alternativa agronómicamente viable y sustentable aplicada en cultivos de importancia económica.

Hipótesis:

La interacción de hongos micorrízicos arbusculares y solubilizadores de fósforo favorecerá la colonización micorrízica, la disponibilidad de fósforo y el crecimiento de las plantas de C. ensiformis.

Métodos:

Este estudio se realizó de marzo 2018-agosto 2019 en un invernadero con la planta cobertera C. ensiformis, un inóculo micorrízico y Penicillium brevicompactum, todas las posibles combinaciones con tres repeticiones en tres ciclos. Se evalúo la altura, número de hojas y nódulos por planta. Se tomaron muestras de raíces y suelo para determinar colonización micorrízica y P soluble. Los datos fueron analizados mediante ANOVA Factorial y test de Tukey (α = 0.05).

Resultados:

En los tres ciclos, la micorrización fue significativamente mayor en las plantas inoculadas con la interacción HMA+HSF (Tukey < 0.05). Esta interacción favoreció un incremento de 3.07 mg/Kg de P soluble en el suelo. Los tratamientos de HSF y HMA+HSF incrementaron significativamente las variables de crecimiento de las plantas (altura y número de hojas) (p < 0.05). El número de nódulos osciló entre 46-76 y se detectó un efecto significativo del factor HMA (p < 0.05) y del HSF (p < 0.05).

Conclusiones:

La aplicación de las interacciones de HMA y HSF aumentó la colonización micorrízica, la disponibilidad de fósforo en el suelo y el crecimiento de las plantas de C. ensiformis.

 

Palabras clave: 

Biofertilizantes; fósforo; microorganismos; nutrición.

Abstract

Background:

Canavalia ensiformis is a forage legume of tropical origin widely used as green manure. The use of mycorrhizal fungi and phosphorus solubilizers is an agronomically viable and sustainable alternative applied in economic importance crops.

Hypothesis:

The interaction of arbuscular mycorrhizal fungi and phosphorus solubilizers will favor mycorrhizal colonization, phosphorus availability and the growth of C. ensiformis plants.

Methods:

It was carried out 2018 march to 2019 august in the greenhouse with the C. ensiformis cover plant, a mycorrhizal inoculum and Penicillium brevicompactum, all possible combinations with three repetitions for three cycles. Height, number of leaves and nodules per plant were measured. Root and soil samples were taken to determine mycorrhizal colonization and soluble P. Data were analyzed using Factorial ANOVA and Tukey test (α = 0.05).

Results:

In all three cycles, mycorrhization was significantly higher in the plants inoculated with AMF + PSF interaction (Tukey < 0.05). This interaction favored an increase of 3.07 mg/Kg of soluble P in the soil. PSF and AMF + PSF treatments increased plant growth variables (height and number of leaves) (p < 0.05). The number of nodules ranged from 46-76 and a significant effect of the AMF factor (p < 0.05) and PSF (p < 0.05) was detected.

Conclusions:

The application of AMF and PSF interactions increased mycorrhizal colonization, the availability of phosphorus in the soil and the growth of C. ensiformis plants.

 

Keywords: 

Biofertilizers; microorganisms; nutrition; phosphorus.


Canavalia ensiformis (L.) DC es una leguminosa anual de origen tropical (Beyra-Matos et al. 2004), utilizada como productora de forraje principalmente por su alta eficiencia fotosintética y consecuente acumulación de biomasa en forma de forraje verde disponible (FVD), con alto valor proteico (Peters et al. 2003). Su utilización como cultivo de cobertura está tomando mayor importancia en una variedad de sistemas agrícolas, donde se aprovecha como abono verde durante temporadas de sequía. Los abonos verdes representan una alternativa de incremento y conservación de la fertilidad de los suelos (García et al. 2002). El valor del abonado verde consiste fundamentalmente en el aporte de nitrógeno de las leguminosas, que en simbiosis con bacterias del género Rhizobium y a través de la fijación biológica del nitrógeno (500 Kg N ha-1) y posterior mineralización del elemento en el suelo reduce los requerimientos de fertilizantes nitrogenados de los cultivos (Oberson et al. 2013).

En el suelo existe una diversidad de interacciones reguladas por la presencia de microorganismos funcionales, como fijadores de nitrógeno, solubilizadores de fosfatos, promotores del crecimiento vegetal, biocontroladores y especies patogénicas, que compiten por espacio y por nutrientes (Reyes-Jaramillo 2011). Estas interrelaciones inciden en la interacción suelo-planta-microorganismos-ambiente y repercuten de forma directa, en el crecimiento y en el desarrollo de las especies vegetales.

Los hongos micorrízicos arbusculares (HMA) y hongos solubilizadores de fósforo (HSF) son microorganismos promotores del crecimiento vegetal conocidos como PGPM (Plant Growth-Promoting Microorganism), que dependen de factores bióticos y abióticos para expresar sus potenciales efectos benéficos; en la interacción de estos microorganismos, se pueden presentar efectos sinérgicos, que potencialicen los beneficios, efectos antagónicos o efectos neutros en el crecimiento y en el desarrollo de las plantas (Cano 2011). Los HMA facilitan la absorción del fósforo presente en el suelo, brindan protección frente al estrés abiótico, contra patógenos y mejoran la estructura del suelo (Li et al. 2006, Miransari et al. 2008). Los organismos solubilizadores de fósforo por otro lado, tienen la habilidad de transformar el P insoluble a soluble, al romper los enlaces que forma este elemento con iones metálicos (Fe, Ca y Al) (Restrepo-Correa et al. 2017).

Diversos estudios han evidenciado los efectos positivos de las co-inoculaciones de microorganismos solubilizadores de P y HMA en tomate (Velázquez et al. 2005), frijol (Zaidi & Khan 2006), trébol (Souchie et al. 2006), bambú (Babu & Reddy 2011), anacardo (Rodrigues-Cabral et al. 2012), chile (Castillo et al. 2013), aguacate (Serna 2013), frijol caupí (Ramírez-Gil et al. 2013), garbanzo (Saxena et al. 2015), lechuga (Velázquez et al. 2017); Coffea arabica (Perea-Rojas et al. 2019); jitomate (Arias et al. 2019). Sin embargo, otros estudios han reportado efectos negativos (McAllister et al. 1995, Gryndler et al. 2002) o neutros (Edwards et al. 2010). A la fecha, no existen estudios que abordan el efecto de las co-inoculaciones de HMA y HSF en leguminosas. El presente estudio tiene por objetivo probar el efecto de las co-inoculaciones de HMA y HSF en plantas de C. ensiformis.

Materiales y métodos

El inóculo de HMA (Rizofermic), fue provisto por el Laboratorio de Organismos Benéficos de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad Veracruzana. Este inóculo es un consorcio formado por 12 especies de HMA: Acaulospora morrowiae, A. spinosa, A. scrobiculata, Gigaspora rosea, G. decipiens, Scutellospora pellucida, Glomus macrocarpum, G. aggregatum, Funneliformis mosseae, F. geosporus, Rhizophagus intraradices, Claroideoglomus etunicatum.

Se empleó una cepa de hongo solubilizador de fosfato Penicillium brevicompactum, que se obtuvo del Laboratorio de Micromicetos del INECOL A. C. Este hongo fue aislado de suelo de cafetales del estado de Veracruz y fue seleccionada por su alta capacidad fosfato solubilizadora en estudios previos (Perea-Rojas 2013). La cepa del HSF se reactivó en medio de cultivo sólido Papa Dextrosa Agar (PDA), en placas de Petri de 90 × 110 mm y se incubó a 25 °C por 15 días en la oscuridad. Una vez activada se pasó a medio de cultivo Extracto de Malta Agar (EMA) para buscar una mayor esporulación. Transcurridos 15 días se obtuvo una suspensión de esporas que se llevó posteriormente a conteo en cámara de Neubauer bajo un microscopio compuesto (Nikon ECLIPSE 80i) para ajustarla a una concentración de 1 × 108 UFC/mL, tal como lo propone (Souchie et al. 2010).

En cada ciclo se germinaron semillas de C. ensiformis en charolas plásticas con arena estéril durante 7 días. Las semillas de C. ensiformis, fueron proporcionadas por la empresa Leguminutre. Una vez germinadas las plántulas se trasplantaron a macetas de 1,5 Kg con suelo estéril y tepezil (1:1 v/v). Al momento del trasplante se inocularon los HMA (10 gr/planta) directamente a la raíz. Luego de 10 días se inoculó el HSF a las raíces de las plantas a una concentración de 1 × 108 UFC/mL (3 mL).

Posterior a la inoculación, las plantas permanecieron 30 días en el invernadero con riego manual cada tercer día, trascurrido el tiempo se cosecharon, pesaron y tomaron muestras de raíces. Se reincorporó la biomasa a las macetas y se dejaron 45 días manteniendo la humedad del sustrato para favorecer el proceso de mineralización. Esta metodología se repitió durante tres ciclos consecutivos; cada ciclo duró tres meses e incluyó la siembra, cosecha y el tiempo de descomposición de la biomasa; en total el ensayo duro 9 meses.

Evaluación de la colonización micorrízica. Para evaluar el porcentaje de micorrización, las raíces se tiñeron siguiendo la técnica de clareo y tinción de Phillips & Hayman (1970) y se estimó el porcentaje de colonización micorrízica, de acuerdo con el método de Giovannetti & Mosse (1980).

Determinación del fósforo soluble en el suelo. Una vez secas y tamizadas las muestras de suelo, se tomaron 2.5 g y se siguió la técnica de cuantificación de fósforo soluble de Bray & Kurtz (1945). Se midieron las reacciones colorimétricas en un espectrofotómetro a una longitud de onda de 882 nm (Thermo Scientific GENESYS 10S UV-UVS).

Medición de variables de crecimiento (altura, número de hojas y número de nódulos). La altura de las plantas se midió con una regla métrica y se expresó en cm. Se realizó un conteo del número de hojas y número de nódulos por planta en el momento de la cosecha.

Diseño experimental y análisis estadístico. El ensayo se realizó bajo un diseño completamente aleatorizado con arreglo factorial 2 × 4; una planta cobertera: C. ensiformis; dos factores (tiempo; interacción entre HMA y HSF), y 4 tratamientos: 1) HMA; 2) HSF; 3) HMA + HSF; y 4) Control (sin hongos). Se realizaron tres repeticiones de cada tratamiento; el ensayo tuvo un tiempo de duración de 276 días. Dado que los datos cumplían con el supuesto de normalidad (Shapiro Wilk) y homogeneidad de varianza (Bartlett)se sometieron a un ANOVA Factorial (α = 0.05; intervalo de confianza 95 %) y se les realizó una prueba post hoc de Tukey (α = 0.05). Los análisis estadísticos se realizaron con el programa STATISTICA versión 10 para Windows.

Resultados

Colonización micorrízica. El factor tiempo influyó de manera significativa sobre la colonización micorrízica (%) en los tres ciclos analizados (tiempo: ciclo 1, 2, 3) (F = 144.3821; p < 0.05); así mismo el efecto de la interacción de HMA y HSF influyó de manera significativa (F = 59.5884; p < 0.05). En relación con la colonización, se encontraron los siguientes rangos: 6.6-22.8 % en el primer ciclo, 52.3-89.1 % en el segundo y 64-85.7 % en el tercero. La micorrización en el segundo y tercer ciclo fue mayor con respecto al primero, mostrando diferencias significativas (Tukey < 0.05). Para los tres ciclos la micorrización fue significativamente mayor en las plantas inoculadas con el tratamiento HMA+HSF que en las inoculadas con el tratamiento de HMA (Tukey < 0.05) (Figura 1). El rango de colonización micorrízica en las plantas inoculadas con el tratamiento HMA osciló entre 6.6 % (primer ciclo) a 64 % (tercer ciclo) con el tratamiento HMA+HSF. La colonización micorrízica se detectó mediante la presencia de estructuras fúngicas tales como arbúsculos y vesículas (Figura 2).

Figura 1. 

Colonización micorrízica (%) de las plantas de Canavalia ensiformis (Ce) inoculadas con los hongos micorrízicos arbusculares (HMA), con hongos micorrízicos arbusculares y un hongo solubilizador de fósforo (HMA+HSF) y sin hongos (Control), en tres ciclos. Los datos corresponden al promedio de 3 repeticiones ± desviación estándar. Letras idénticas entre las columnas indican que no existen diferencias significativas entre los tratamientos en cada ciclo (Tukey LSD, p ≤ 0.05).